【www.zhangdahai.com--其他范文】
材料。它不但安全性高、资源丰富，且具有一定的营养和药理作用，在食品、医药、化妆品等领域有着巨大的发展潜力[3-4]。除用作食品着色剂之外，天然花色苷还具
有多种生理活性，如抗癌[5-6]、抗氧化[7-8]、抗炎症、预
防和控制肥胖和糖尿病[9]、预防心血管疾病等作用[10]。
杨梅（Myrica rubra Sieb et Zucc.）属杨梅科杨梅属小乔木植物，是我国的特色水果之一，广泛种植于我国南方地区。目前国内杨梅以鲜销为主，但杨梅由于时令性强，且正值南方地区高温高湿的初夏时成熟和采摘，果实不易保存运输，极容易腐烂变质[11]。
近年来，杨梅深加工产业发展逐渐扩大，杨梅在加工成果汁、果酒、果醋等产品时会产生约20%的副产物杨梅果渣，除小部分被用作饲料加工外，大部分被倒掉，不仅会造成环境污染，也是一种资源浪费[12-13]。
杨梅果渣因富含大量花色苷，可用作提取花色苷的原料来源。目前，提取花色苷的方法主要是传统的溶剂提取法、发酵提取法和酶解提取法等。为提高色素得率，越来越多的物理场辅助提取技术被用于花色苷提取，如采用微波、超声波、高压水法及脉冲电场等技术破坏细胞壁和细胞膜，提高组织细胞渗透性，缩短提取的时间，其中主要用于杨梅花色苷提取的为超声波辅助提取法。刘青梅等[12]通过单因素和响应面试验研究了超声波辅助提取杨梅渣中花色苷的最佳条件，结果表明：在提取温度40℃条件下，超声功率350 W、料液比1∶7 g/mL、提取时间为40 min时得率最高，为20.29 mg/100 g;李涛等[14]研究超声波辅助提取杨梅中花色苷，得到的最优工艺条件为乙醇体积分数为25%、料液比为1∶14 g/mL、超声时间为25 min。然而，超声波提取法仍存在提取时间较长、得率低等问题。近年来，微波辅助提取技术与其他技术相比具有效率高、耗能少、提取时间短、产品纯度高、可减少热敏性物质的分解等优点，发展迅猛。朱璐等[15]通过浸提法、超声波法和微波法分别提取紫薯花色苷，并比较其抗氧化性强弱，结果显示：采用微波、超声波辅助提取有利于紫薯花色苷的抗氧化活性的保持，其中微波辅助提取法的效果最好。另外，张帅等[16]在研究3种不同提取方法提取红凤菜花色苷时，确定了微波辅助提取法的最优提取工艺参数为料液比1∶7 g/mL、提取功率700 W、提取时间2 min，花色苷提取物得率6.65%，超声波辅助提取法的最优工艺参数为料液比1∶11 g/mL、功率270 W、提取温度80℃、提取时间90 min，花色苷提取物得率8.25%，发现微波提取法大大缩短了提取时间。试验采用微波辅助提取法，选取乙醇体积分数、料液比、功率和时间这4个因素，利用响应面法优化杨梅果渣花色苷的最佳提取工藝参数，旨在变废为宝、提高杨梅深加工产业的经济效率和综合利用率，为后期花色苷的工业化提取提供参考。
1 材料与方法
1.1 试验材料
1.1.1 供试材料 杨梅果渣由湖南瑞生源生物科技有限公司提供，是指经榨取新鲜杨梅汁后的杨梅果渣;杨梅品种为浙江东魁。
1.1.2 试验试剂 盐酸、氯化钾、氢氧化钾、无水乙醇、无水醋酸钠（均为分析纯）。
1.1.3 仪器与设备 UV-1800紫外可见分光光度计，购于岛津仪器（苏州）有限公司;SHB-III循环水式多用真空泵，购于郑州长城科工贸有限公司;高速离心机TG16K-I，购于长沙东旺实验仪器有限公司;JE502电子天平，购于上海浦春计量仪器有限公司;MAS-II plus型常压微波合成/萃取反应工作站，购于上海新仪微波化学科技有限公司。
1.2 试验方法
1.2.1 杨梅果渣花色苷的微波辅助提取方法 称取2.00 g预处理过的杨梅渣冷冻干燥粉，置于100 mL三颈圆底烧瓶中，加入一定量的乙醇提取溶剂后，放入微波提取装置中，在一定条件下微波辅助提取后过滤，再将过滤后的液体转入50 mL离心管中，以5 400 r/min
离心15 min，取上清液定容至100 mL，测定其吸光度[17]。
1.2.2 花色苷提取的单因素试验 在一定的提取温度下，其他条件均保持一致，运用微波辅助提取法分别研究乙醇体积分数、料液比、微波功率、提取时间对杨梅果渣花色苷提取效果的影响。利用pH示差法，测定各个条件下花色苷的提取量，以此确定单因素试验的最优工艺参数。
1.2.3 响应面法试验因素水平设计 为综合考虑各个因素对杨梅果渣花色苷提取量的影响，在单因素试验基础上，根据Box-behnken的中心组合设计原理，以花色苷的吸光度差值为响应值，对乙醇体积分数、料液比、微波功率、提取时间4个因素进行优化设计，设计了四因素三水平共29组试验（中心点重复5次，用估计实验误差），响应因素水平设计见表1。
1.2.4 楊梅果渣中花色苷含量测定 采用pH示差法[18]：
取氯化钾缓冲溶液（pH值1.0）、醋酸缓冲液（pH值4.5）各9 mL于50 mL离心管中，再分别加入1 mL待测样品，充分混匀后平衡1 h，用蒸馏水作空白样，在520和700 nm处分别测定吸光度（A），并按公式（1）计算稀释样品的吸光值。
A=（A520-A700）pH1.0-（A520-A700）pH4.5 （1）
按公式（2）计算杨梅果渣中花色苷含量。其中，A，吸光度;V，定容体积/L;F，稀释倍数;M=449.2，车菊色素-3-葡萄糖苷的相对分子质量;ε=26 900，矢车菊色素-3-葡萄糖苷的摩尔消光系数;m，样品干质量（g）。
（2）
1.3 数据处理
采用Origin 8.0和Design Expert 8.0软件进行数据分析与作图。
2 结果与分析
2.1 花色苷提取的单因素试验
2.1.1 乙醇体积分数对花色苷提取的影响 试验采用2.00 g杨梅果渣，在温度40℃、微波功率500 W、料液比为1∶20 g/mL、提取时间为3 min的条件下，运
用微波辅助提取法，考察不同体积分数的乙醇提取剂对杨梅果渣花色苷的吸光度的影响，结果如图1所示。
由图1可知，花色苷提取率随着乙醇体积分数的增大而增加，当体积分数为80%时，花色苷提取率达到最大值，当继续增大乙醇体积分数时，花色苷提取率急剧下降，这是因为花色苷是由苷元和糖基构成，花色苷中的糖苷在高浓度的乙醇溶液中的溶解度下
2.1.2 料液比对花色苷提取的影响 试验采用2.00 g杨梅果渣，在温度40℃、微波功率500 W、乙醇体积分数为80%、提取时间为3 min的条件下，运用微波辅助提取法，考察不同料液比对杨梅果渣花色苷的吸光度的影响，结果如图2所示。
由图2可知，随着料液比的增加，花色苷提取率在1∶20、1∶30 g/mL处均出现明显波峰。基于提取效果差不多的情况下，从节约溶剂的角度出发，选取1∶20 g/mL为最佳料液比参数，因为溶剂用量过大会造成成本提高。
2.1.3 微波功率对花色苷提取的影响 试验采用2.00 g杨梅果渣，在温度40℃、料液比为1∶20 g/mL、乙醇体积分数为80%、提取时间为3 min的条件下，运用微波辅助提取法，考察不同微波功率对杨梅果渣花色苷的吸光度的影响，结果如图3所示。
由图3可知，微波辅助提取花色苷时，花色苷提取率随微波功率升高而增大，微波功率500 W时到达最高值，然后随着微波功率继续升高，花色苷提取率下降。当微波功率高于500 W时，可能是由于功率过高而导致加热温度过高，使得部分花色苷发生热降解，从而使花色苷提取率下降，故微波功率选定为500 W。
2.1.4 提取时间花色苷提取的影响 试验采用2.00 g杨梅果渣，在温度40℃、料液比为1∶20 g/mL、乙醇体积分数为80%、微波功率为500 W的条件下，运用微波辅助提取法，考察不同提取时间对杨梅果渣花色苷的吸光度的影响，结果如图4所示。
由图4可知，在提取时间3 min以内时，花色苷的提取率随提取时间的延长而缓慢升高;提取时间超过3 min后，花色苷的提取率呈缓慢下降趋势，因为在40℃的条件下，随着时间延长，会使得部分花色苷发生热降解，致使花色苷提取率下降。可见，微波时间对花色苷提取率的影响变化幅度较小，故试验选定3 min。
从图1～4综合来看，在单因素试验中，宜选取80%乙醇溶液、料液比1∶20 g/mL、微波功率500 W、提取时间3 min为最佳参数来进行响应面分析试验。
2.2 花色苷提取的响应面分析
2.2.1 响应面分析优化试验设计及方差分析 根据Box-behnken的中心组合试验设计原理，综合单因素试验的结果，选取了乙醇体积分数、料液比、功率、时间进行四因素三水平的响应面分析优化试验，试验设计与试验结果见表2。
由表3可知，微波辅助提取花色苷的试验模型显著（P<0.000 1），表明此回归模型的指标高度显著;并且R2=0.969 2，失拟误差不显著（P=0.133 6>0.05），说明此模型与试验实际拟合度良好，因此可用该回归方程替代实验真实点来进行结果分析。回归方程的各项显著性表明：一次项A（P=0.000 8<0.01）、B （P=0.000 1<0.01）极显著;C（P=0.012 8<0.05）显著;D（P=0.921 1>0.05）不显著。由此可知，对杨梅果渣花色苷提取率影响排序为：乙醇体积分数>料液比>微波功率>提取时间;二次项A2（P=0.004 0<0.01）、B2 （P<0.000 1）、C2（P<0.000 1），表明响应值变化相对比较复杂，这3个试验因子对花色苷的提取率的影响，曲面效应显著不是简单的线性关系;由交互项AB值、BC值和AC值（P<0.05），说明料液比、乙醇体积分数和提取时间的交互作用明显。
2.2.2 拟合模型的建立 利用Design-Expert软件对表2的数据进行二次回归拟合，确立了以下回归预测模型：Y=-0.99-0.070A+0.053B+2.475×10-3C-3.833×
10-3D+8.000×10-4AB-3.500×10-5AC+7.500×10-4AD+
1.750×10-5BC-3.750×10-4BD+7.500×10-5CD+
7.800×10-4A2-5.050×10-4B2-3.300×10-6C2-2.000×10-3D2。
2.2.3 响应面分析 应用Design Expert 8.0软件对表内数据进行多元回归拟合，得到了二次回歸方程的响应面及其等高线图（图5），通过下列该图可评价试验因素的各个响应值交互作用大小，以此确定各个因素的最优水平范围。
从图5可以看出，料液比和乙醇体积分数对响应值的影响比较大，微波提取功率次之，而微波时间对花色苷提取量的影响不显著。综合而言，在温度40℃的条件下，用微波辅助提取杨梅果渣花色苷的最优条件为：料液比为1∶25 g/mL、乙醇体积分数为79.08%、微波功率为508.89 W、提取时间为5 min;在此条件下，花色苷提取量预测值为9.02 mg/g。为了便于试验操作将最优条件简化为：温度为40℃、料液比为1∶25 g/mL、乙醇体积分数为80%、微波功率为510 W、提取时间为5 min。
3 结论与讨论
在单因素试验基础上，采用中心组合设计及响应面分析，建立了料液比、乙醇体积分数、微波功率及提取时间对杨梅果渣花色苷提取量影响的回归模型，此回归模型的R2=0.969 2，失拟误差不显著（P=
0.133 6>0.05），说明该模型与试验实际拟合度良好。通过对回归模型分析可知，在微波辅助提取杨梅果渣花色苷的过程中，各因素对花色苷提取量的影响程度为：乙醇体积分数>料液比>微波功率>提取时间;一次项：料液比、乙醇体积分数、微波功率对花色苷提取量影响显著，而提取时间影响不显著;二次项中有3个试验因子（料液比、乙醇体积分数、微波功率）对花色苷提取的影响不是简单线性关系，较为复杂;交互项AB值、BC值、AC值（P<0.05），这说明料液比、乙醇体积分数和微波功率的交互作用明显。
应用响应面分析法优化提取工艺条件，实验验证结果显示：温度为40℃、乙醇体积分数为80%、料液比为1∶25 g/mL、微波功率为510 W、提取时间为5 min，在此条件下杨梅果渣花色苷提取量为9.02 mg/g。
参考文献：
[1] 赖剑锋，杨荣玲，林耀盛，等. 杨梅花色苷分离纯化制备矢车菊-3-葡萄糖苷的研究[J]. 热带作物学报，2013，34（7）：1354-1358.
[2] 于 东，陈桂星，方忠祥，等. 花色苷提取、分离纯化及鉴定的研究进展[J]. 食品与发酵工业，2009，35（3）：127-133.
[3] 王 峰，邓洁红，谭兴和，等. 花色苷及其共色作用研究进展[J]. 食品科学，2008，29（2）：472-476.
[4] 范柳萍，苏 雅. 杨梅的综合利用关键技术与产品分析[J]. 安徽农业科学，2014，42（1）：242-244.
[5] Chen X Y，Zhou J，Luo L P，et al. Black rice anthocyanins suppress metastasis of breast cancer cells by targeting RAS/RAF/MAPK pathway[J]. Biomed Research International，2015，2015（5）：1-11.
[6] Faria A，Pestana D，Teixeira D，et al. Blueberry anthocyanins and pyruvic acid adducts：anticancer properties in breast cancer cell lines[J]. Phytotherapy Research，2010，24（12）：1862-1869.
[7] Jing P，Qian B，Zhao S，et al. Effect of glycosylation patterns of Chinese eggplant anthocyanins and other derivation on antioxidant effectiveness in human colon cell lines[J]. Food Chemistry，2015，172（3）：183-189.
[8] 苟安娜，潘新雨，柏丁丁. 野阳合花色苷提取物的抗氧化活性[J]. 食品科学，2018，39（11）：152-158.
[9] Tsuda T. Dietary anthocyanins-rich plants：biochemical basis and recent progress in health benefits studies[J]. Molecular Nutrition and Food Research，2012，56（1）：159-170.
[10] 代小梅，李 沆，姜 丽. 超声波辅助法对紫甘薯花色苷提取效果的研究[J]. 中国调味品，2016，41（9）：141-144.
[11] 孙建霞，张 燕，孙志健，等. 花色苷的資源分布以及定性定量分析方法研究进展[J]. 食品科学，2009，30（5）：263-268.
[12] 刘青梅，高 娟，姜敏芳，等. 响应面法优化杨梅渣中花色苷提取工艺[J]. 中国食品学报，2014，14（6）：90-96.
[13] 葛邦国，朱风涛，吴茂玉，等. 杨梅加工下脚料综合利用现状[J]. 食品研究与开发，2010，31（3）：190-192.
[14] 李 涛，赵 云，吴晓琳. 杨梅花色苷提取及其抗氧化性研究[J]. 粮食与食品工业，2017，24（6）：70-77.
[15] 朱 璐，董 福，冯叙桥，等. 浸提法、超声波法和微波法提取紫
薯花色苷的抗氧化性比较研究[J]. 食品科学，2015，36（19）：83-88.
[16] 张 帅，张少平，郑云云，等. 红凤菜花色苷三种提取方法的工艺优化和比较[J]. 食品工业科技，2017，38（12）：270-276.
[17] 张朝红，古月华，房红娟，等. 微波辅助提取果桑花色苷的工艺研究[J]. 食品科学，2010，31（18）：192-195.
[18] 刘传菊，王 静. 杨梅花色苷的提取分离研究[J]. 中国食品学报，2009，9（1）：59-66.
[19] 蒋海伟，杨婷婷，李佳桥，等. 响应面法优化红米花色苷微波辅助提取工艺及其抗氧化活性研究[J]. 中国食品学报，2015，15（5）：74-80.
（责任编辑：夏亚男）
本文来源：http://www.zhangdahai.com/shiyongfanwen/qitafanwen/2023/0405/580111.html
