【www.zhangdahai.com--会议主持词】
糖尿病肾病(diabetic nephropathy,DN)是糖尿病患者致死、致残的主要原因之一。尿蛋白排泄率逐年增加、肾功能持续减退至终末期是其主要临床特点。附着在肾小球基底膜(GBM)上的肾小球上皮细胞(又称足细胞，podocyte)是肾小球血液滤过屏障重要的细胞结构。转化生长因子-β1(transforming growth factor-beta1,TGF-β1)是一种多功能的细胞因子，在大多数细胞内起着调节生长、分化和凋亡的作用，糖尿病时高血糖和血管紧张素Ⅱ是TGF-β1的主要刺激因子［1、2］。近年来研究发现，TGF-β1介导的足细胞损伤在糖尿病肾病蛋白尿发生、发展及肾小球硬化过程中起重要作用。�
1 足细胞的生理功能�
肾小球滤过膜由内皮细胞、基底膜和肾小囊脏层上皮细胞(足细胞)组成，足细胞胞体伸出许多足突(foot process)，两相邻足突间的裂隙称为裂孔，其表面覆盖着一层裂孔隔膜(slit diaphragm,SD)，是血浆蛋白滤过的最后屏障，也是液体进出足细胞的地方[3]。足细胞不仅构成肾小球的滤过屏障，调节肾小球的滤过功能；还可分泌GBM基质分子，包括Ⅳ型胶原(type IV collagen)、层粘连蛋白(laminin)、内功素(entactin)、集聚蛋白(agrin)等[4]，维持毛细血管襻的结构稳定。�
2 足细胞的缺失与糖尿病肾病�
各种病理改变都可导致足细胞凋亡或从GBM上脱落，使足细胞数目减少和(或)密度减低。DN患者尿液中能检出脱落足细胞，研究显示足细胞数量的减少是糖尿病肾病进展的一个重要的预测标志[5]。足细胞损伤缺失后不能再生，GBM裸露的区域只能依靠其周边细胞的代偿肥大去填补。足细胞的各种病理改变、失代偿性肥大、缺失，均可导致肾小球滤过屏障的选择性通透功能进行性损害，产生大量蛋白尿。肥大的足细胞不能完全覆盖GBM时，失去了足细胞支撑的GBM就会在毛细血管静水压的作用下，受压突向肾小囊，进而与肾小球壁层上皮细胞粘连，造成细胞增生、损伤和细胞外基质成分的沉积，最终形成肾小球硬化[6-7]。�
3 DN时TGF-β1上调的主要因素�
转化生长因子-β(TGF-β)有5种异构体，即TGF-β1-5，在人体内只有TGF-β1-3，其中TGF-β1含量最为丰富、活性最强。大量研究表明，糖尿病或DN时，高糖、晚期糖基化终末产物、肾素-血管紧张素系统、氧化应激等多种因素导致肾组织TGF-β1上调。�
3．1 高糖 糖尿病状态下，持续性高血糖使细胞内葡萄糖流量增加，葡萄糖可通过糖酵解途径从头合成二酯酰甘油(DAG)。DAG为蛋白激酶C(Protein Kinase C,PKC)的内源性激活剂，当细胞内DAG含量增加，可促使PKC移位至细胞膜而被激活。PKC的激活可增加原癌基因c-fos、早期基因c-jun的表达，形成杂二聚体AP-I。人、鼠TGF-β1基因启动子内有AP-I结合序列，故TGF-β1基因表达增强。�
3．2 晚期糖基化终末产物 高血糖使氨基酸的氨基端非酶性糖基化，产生酮胺，酮胺经过一系列变化形成糖基化终末产物(AGEs)。对糖尿病肾组织的免疫组化研究发现AGEs主要沉积于K-W结节及肾小球硬化区。腹腔注射AGEs修饰的鼠血清白蛋白，可诱导正常大鼠肾组织TGF-β1表达，造成组织损伤。Kim[8]等用AGEs-牛血清白蛋白培养人系膜细胞，发现AGEs能促进PKC的活化和TGF-β1的表达。Chen[9]等也发现糖化白蛋白培育下的小鼠肾小球内皮细胞TGF-β含量及其水平持续升高，并推测可能与PKC活性的增加有关。�
3．3 肾素-血管紧张素系统(RAS) 尽管糖尿病患者体内血浆RAS活性低于正常人，然而肾脏局部RAS被激活，是触发DN的重要因素之一。大量的动物实验及临床研究也表明血管紧张素转换酶抑制剂(ACEI)及血管紧张素Ⅱ(AngⅡ)Ⅰ型受体阻滞剂能降低DN患者蛋白尿，延缓肾功能恶化的进展。经典学说认为，AngⅡ是RAS的主要活性物质，可刺激TGF-β1的活化，并有时间、剂量依赖性[10-11]。新近研究又发现肾素可直接通过肾素/肾素原受体的作用，不依赖肾素的酶活性，提高TGF-β的合成[12]。�
3．4 氧化应激 在糖尿病的发生、发展过程中，多种因素如：糖自氧化、蛋白质的非酶糖基化、多元醇通路的活性增高、PKC的活化、抗氧化系统清除能力减弱等，产生大量的活性氧簇(ROS)，从而发生氧化应激[13]。在足细胞中，高糖还可激活花生四烯酸代谢的12-脂肪氧化酶途径，12-脂肪氧化酶的激活也可以生成ROS[14]。ROS可作为一种信号分子，激活PKC通路，增加c-fos、c-jun蛋白癌基因的表达，形成杂二聚体活化蛋白-1(AP-1)，促进编码TGF-β1的基因转录，致TGF-β1表达增强。�
4 TGF-β1介导DN足细胞的损伤�
4．1 TGF-β1介导DN足细胞的凋亡 TGF-β1对肾脏细胞的作用是依靠其信号转导网络来实现的，体内和体外研究均发现TGF-β1可通过上调Smad7和激活p38来诱导足细胞的凋亡。�
4．1．1 通过Smad7途径 目前在脊椎动物中至少发现9种Smads家族蛋白，分为TGF-β信号的正性和负性调节剂。Smad7已经被证实是TGF-β/Smad信号的一种负性调节蛋白，Smad7对TGF-β的快速敏感性被推测是一种自动抑制反馈回路环的一部分；Smad7对某些拮抗TGF-β活性的因子，包括TNF-α和IFN-γ，也具有快速敏感性。TGF-β1能强烈诱导转基因鼠和体外培养的足细胞内Smad7蛋白的合成，且与足细胞凋亡程度存在明显相关性。足细胞内Smad7的表达能抑制核因子κB(NF-κB)/P65的活化，而NF-κB在活体内和不同的细胞培养模型中均具有抗凋亡作用[15]。如Kim等[8]证实脊髓损伤后细胞凋亡中，NF-κB发挥抗凋亡作用是通过转录活化细胞存活因子C-IAP2(cellular inhibitor of apoptosis protein 2)抑制内源性Caspase-3活性来实现。Hong等[16]发现Smad7致敏的TNF诱导的肿瘤细胞的凋亡是通过抑制NF-κB靶基因的表达来实现。在对其他凋亡刺激抵抗的肾脏细胞，抑制NF-κB的活性，能增加其对凋亡刺激的敏感性。Dieguez-Acuna等[17]研究发现，预先给予NF-κB抑制剂［如二价汞(Hg2+)］处理后，再给予凋亡刺激如TNF、细菌脂多糖(LPS)，体外培养肾脏上皮细胞的凋亡明显增加，而在实验小鼠体内则肾脏皮质细胞线粒体细胞色素C释放增多。因此，TGF-β1可能通过促进Smad7的合成而抑制NF-κB的转录活性，导致足细胞的凋亡。�
4．1．2 p38 mAPK信号通路 TGF-β1除激活Smad通路外，还激活丝裂原活化的蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase,MAPKS)，如细胞外信号调节蛋白激酶(extracellular signal regulated kinase,ERK)和P38 mAPK通路等。在各类细胞上，p38 mAPK激酶活化是一个主要的凋亡启动因子。TGF-β1能使足细胞内P38快速磷酸化激活，这在肾小管上皮细胞凋亡中也被发现[18]。活化的P38 mAPK信号诱导Bax(Bcl-2家族成员)蛋白合成，Bax与含BH3的另外的Bcl-2成员作用，导致前者的寡聚并插入线粒体膜，引起线粒体膜通透性的改变，跨膜电位丢失，释放细胞色素C和其他蛋白[19]。释放的细胞色素C与Apaf-1(凋亡促进因子)结合引起Apaf-1寡聚，从而募集并激活Caspase-9，由Caspase-9激活Caspase-3，使细胞进入凋亡[20]，此即凋亡的线粒体通路。这一过程在Schiffer等[15]的研究中被证实：在足细胞内，TGF-β1刺激20 min~8 h内，P38即持续磷酸化；2~12 h时，Bax表达增加；6 h时caspase-3开始激活。�
4．2 足细胞脱落 足细胞从GBM上脱落也被认为是蛋白尿和硬化慢性进展的关键环节。已知明胶酶属于基质金属蛋白酶(MMP)家族，分为A型(即MMP-2)和B型(即MMP-9)，它们的酶解底物主要是Ⅳ型胶原，当肾小球内MMP蛋白酶病理性增加时使GBM成分降解、破坏，导致足细胞从肾小球基底膜脱落下来。Ets-1属于原癌基因，它编码的蛋白作为转录因子参与多种基因的转录调控，已经明确MMP-9基因的启动子序列上存在4个Ets-1的结合元件。Asanuma等[21]报道TGF-β1可刺激培养足细胞的MMP-2和MMP-9活性增加。黄海长等[22]研究发现TGF-β1刺激后，足细胞的Ets-1蛋白表达趋势与MMP-9 mRNA变化一致，阻断ERK1/2活化也能阻断TGF-β1引起的Ets-1蛋白增加，说明TGF-β1通过活化足细胞内ERK信号途径和上调转录因子Ets-1蛋白从基因转录水平调节MMP-9 mRNA，使足细胞MMP-9活性增加，进而导致足细胞从肾小球基底膜脱落。�
4．3 足细胞功能异常 在糖尿病肾病GBM增厚和蛋白尿的发生机制中，TGF-β1介导的足细胞功能异常也可能发挥着重要作用。糖尿病或DN状态下，多种原因引起肾小球TGF-β1浓度增加，上调足细胞TGF-βⅡ型受体。TGF-β系统的过度活化刺激足细胞分泌血管内皮生长因子(VEGF)，引起Ⅳ型胶α3链合成增加，而TGF-β1又能抑制Ⅳ型胶α5链合成，从而导致GBM增厚或骨架合成紊乱，肾小球滤过屏障功能障碍，产生蛋白尿[23-24]。�
5 小结�
足细胞的损伤在DN蛋白尿的发生及肾小球的硬化中发挥着重要作用，TGF-β1是介导足细胞损伤的关键细胞因子。糖尿病时，多种因素导致TGF-β1表达增强，而TGF-β1介导足细胞损伤机制较为复杂，究竟何种途径发挥着主导作用仍有待进一步研究。此外，尽管目前使用ACEI、ARB类药物治疗糖尿病肾病成为热门，但从上述机制不难看出，它们只能部分阻断TGF-β1表达，对足细胞损伤的保护作用有限，临床疗效不能令人满意。因此，针对TGF-β1介导的足细胞损伤作用，寻求更有效的TGF-β1拮抗剂，可能成为今后研究的重点。�
参考文献
［1］ Sharma K,Ziyadeh FN.Biochemical events and cytokine interactions linking glucose metabolism to the development of diabetic nephropathy.Semin Nephrol,1997,17(2):80-92.�
［2］ Okazaki Y,Yamasaki Y,Uchida HA,et al.Enhanced TGF-beta/Smad signaling in the early stage of diabetic nephropathy is independent of the AT1a receptor.Clin Exp Nephrol,2007,11(1):77-87.�
［3］ Asanuma K,Yanagida-Asanuma E,Takagi M,et al.The role of podocytes in proteinuria.Nephrology,2007,12(3):15-20.�
［4］ Li JJ,Kwak SJ,Jung DS,et al.Podocyte biology in diabetic nephropathy.Kidney Int,2007,(106):36-42.�
［5］ Dalla Vestra M,Masiero A,Roiter AM,et al.Is podocyte injury relevant in diabetic nephropathy Studies in patients with type 2 diabetes.Diabetes,2003,52(4):1031-1035.�
［6］ Macconi D,Bonomelli M,Benigni A,et al.Pathophysiologic Implications of Reduced Podocyte Number in a Rat Model of Progressive Glomerular Injury.Am J Pathol，2006,168(1):42-54.�
［7］ Michel LH,Cornelia K,Valerie E,et al.Podocyte bridge between the Tuft and Bowman’s capsule：An early event in experimental crescentic glomerulonephritis.J Am Soc Nephrol,2001,12(10):2060-2071.�
［8］ Kim YS,Kim BC,Song CY,et al.Advanced glycosylation end products stimulate collagen mRNA synthesis in mesangial cells mediated by protein kinase C and transforming growth factor-beta.J Lab Clin Med.，2001,138(1):59-68.�
［9］ Chen S,Cohen MP,Lautenslager GT,et al.Glycated albumin stimulates TGF-beta 1 production and protein kinase C activity in glomerular endothelial cells.Kidney Int,2001,59(2):673-81.�
［10］ Del Prete D,Gambaro G,Lupo A,et al.Precocious activation of genes of the renin-angiotensin system and the fibrogenic cascade in IgA glomerulonephritis.Kidney Int，2003,64(1):149-159.�
［11］ Mezzano SA,Aros CA,Droguett A,et al.Renal angiotensin II up-regulation and myofibroblast activation in human membranous nephropathy.Kidney Int Suppl，2003,86:39-45.�
［12］ Oliver JA.Receptor-mediated actions of renin and prorenin.Kidney Int， 2006,69(1):13-15.�
［13］ Maritim AC,Sanders RA,Watkins JB 3rd.Diabetes,oxidative stress,and antioxidants:a review.J Biochem Mol Toxicol,2003,17(1):24-38.�
［14］ Kang SW,Natarajan R,Shahed A,et al.Role of 12-lipoxygenase in the stimulation of p38 mitogen-activated protein kinase and collagen alpha5(IV)in experimental diabetic nephropathy and in glucose-stimulated podocytes.J Am Soc Nephrol,2003,14(12):3178-3787.�
［15］ Schiffer M,Bitzer M,Roberts IS,et al.Apoptosis in podocytes induced by TGF-β and Smad7．J Clin Invest,2001,108(6):807-816.�
［16］ Hong S,Lee C,Kim SJ.Smad7 sensitizes tumor necrosis factor induced apoptosis through the inhibition of antiapoptotic gene expression by suppressing activation of the nuclear factor-kappaB pathway.Cancer Res,2007,67(19):9577-9583.�
［17］ Dieguez-Acuna FJ,Polk WW,Ellis ME,et al.Nuclear factor kappaB activity determines the sensitivity of kidney epithelial cells to apoptosis：implications for mercury-induced renal failure.Toxicol Sci， 2004,82(1):114-123.�
［18］ Dai C,Yang J,Liu Y.Transforming growth factor-beta1 potentiates renal tubular epithelial cell death by a mechanism independent of Smad signaling.J Biol Chem， 2003,278(14):12537-12545.�
［19］ Eskes R,Desagher S,Antonsson B,et al.Bid induces the oligomerization and insertion of Bax into the outermitochondrial membrane.Mol Cell Biol,2000,20(3):929-935.�
［20］ Cain K,Bratton SB,Langlais C,et al.Apaf-1 oligomerizes into biologically active approximately 700-kDa and inactive approximately 1．4-MDaapoptosome complexes.J Biol Chem,2000,275(9):6067-6070.�
［21］ Asanuma K,Shirato I,Ishidoh K,et al.Selective modulation of the secretion of proteinases and their inhibitors by growth factors in cultured differentiated podocytes.Kidney Int,2002,62(3):822-831.�
［22］ 黄海长,刘森炎,梁燕,等.转化生长因子-β1通过活化ERK途径和上调Ets-1蛋白刺激基质金属蛋白酶9产生.中华医学杂志,2005,85(5):328-331.�
［23］ Chen S,Kasama Y,Lee JS,et al.Podocyte-derived vascular endothelial growth factor mediates the stimulation of alpha3(IV)collagen production by transforming growth factor-beta1 in mouse podocytes.Diabetes,2004,53(11):2939-2949.�
［24］ Chen S,Lee JS,Iglesias-de la Cruz MC,et al.Angiotensin II stimulates alpha3(IV)collagen production in mouse podocytes via TGF-beta and VEGF signalling：implications for diabetic glomerulopathy.Nephrol Dial Transplant,2005,20(7):1320-1328.�
