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中图分类号：R965.1 文献标识码： A 文章编号： 1814-8824(2007)-10-0010-02 关键词 糖尿病 肾 动物模型 大鼠
糖尿病系继心血管病和肿瘤之后的第三大非传染病，其微血管并发症之一糖尿病肾病(diabetic nephropathy，DN)已成为终末期肾衰竭主要原因之一，亦是导致糖尿病患者生存质量下降和过早死亡的主要原因。且其患病率呈逐年上升趋势，国外有人据研究发现糖尿病肾脏损害不是仅局限于肾小球硬化亦存在肾小管间质的损伤，基于此建议更名为糖尿病肾脏损害（diabetic kidney disease ,DKD）。但其发病机制尚未完全阐明，防治也不十分完善，因此正确建立较理想的动物模型以深入研究是非常重要的。目前主要采用链脲佐菌素（streptozotoein，STZ)诱导糖尿病动物模型，其建模技术主要采用单纯药物和药物结合手术两种方法，但各家对STZ的用量、配制、用药途径以及手术建模方法学等不尽相同，对选用动物与建模标准及模型成熟时间和病理变化也无一致结果，现复习相关文献后就STZ复制糖尿病大鼠动物模型的研究情况综述如下：
1 STZ的作用原理
STZ为一种广谱抗生素，具有抗菌、抗肿瘤作用和致糖尿病的副作用。STZ对实验动物的胰岛B细胞具有高度选择性毒性作用，是目前使用最广泛的糖尿病动物模型化学诱导剂，其可使多种动物如大鼠、小鼠、狗、猴、小羊、中国地鼠、豚鼠和兔等产生糖尿病。
STZ的分子结构有一个高度活性的葡萄糖侧链，使胰岛B细胞对其进行错误性识别，并进入细胞内，进一步导致多聚ADP-核糖体激活，从而引起胞内NAD�+和ATP消耗，最终导致大量反应性氧化簇产生。其余部分则是STZ的毒性基团，对胰岛B细胞产生毒性作用，破坏B细胞，这种毒性可能通过给予某种物质或改变某些条件使之减弱或消失，如葡萄糖或其类似物，这便是实验前给动物充分禁食的依据。
2 动物的选择
由于鼠成本低，易获得，而小鼠造模需SIZ量大且易死亡，故目前多采用大鼠造模。主要包括Wistar大鼠和SD大鼠。杨亦彬等研究发现SD鼠成模率可能优于Wistar大鼠，Wistar糖尿病鼠少数可自发缓解，少见SD鼠自发缓解［1］。有文献报道雄性较雌性大鼠成模率高，成年鼠或大体重鼠较幼鼠更易成模。目前大多数研究选择SD大鼠体重在150-250g之间。
3 STZ的剂量、配制及给药途径和方法
3.1 溶剂 主要为0.1mol／L枸橼酸一枸橼酸钠缓冲液即柠檬酸-柠檬酸钠液，pH值各家报道不一，主要在4.0至5.5之间，大多数采用的是pH4.2，温度为4℃配成1�-5％溶液，常见浓度为1�和2�。需特别注意的是STZ稳定性差，必须现配现用，配制后在5至10分钟内用完。
3.2 给药途径和方法 包括尾静脉和腹腔注射。有研究者发现尾静脉注射可能存在吸收不完全的情况，腹腔注射的方法可能更适合于实验研究［2］。文献报道多以腹腔左下注射，注射时需提起大鼠腹壁进针，避免刺伤大鼠的肝脏．倪红霞等在实验结束后，解剖模型大鼠发现大多数大鼠出现不同程度的腹腔粘连，说明腹腔注射STZ尽管操作简单，但可导致大鼠腹腔脏器粘连的并发症［3］。
3.3 剂量和方法 选择STZ的适当剂量，主要从3个方面进行观察：用药后糖尿病患病率，自然阴转率，病死率。以患病率高、自然阴转率低、病死率低的剂量为最佳剂量。STZ一次性大量［（50mg/kg)以上］腹腔注射方法是于1965年由Junod创建(STZ用量为65mg/kg),其特点是注射STZ后7h即可在光镜下观察到大量的胰岛细胞坏死,1d后血糖即持续升高,并在高水平上相对稳定,有较高成模率、低阴转率、低死亡率的特点,称为速发型。国内常用的剂量为50-65 mg/kg。其成模率70％～90％。成模后病死率约4.5％～5.9％。如果初次注射未成功者可追加剂量：杨等研究发现未成模鼠空腹追加1％STZ10～20mg／kg，无一例成功。故有文献报道若初次注射未成功者应于初始剂量注射而非小剂量追加。作为此方法的补充有配合高糖高脂饮食或手术和STZ联合应用，主要的术式为单侧肾切除或结扎。切肾或结扎后1周注射STZ40-50 mg/kg，此方法对大鼠损伤很大，死亡率较高(30％)，据经验单侧肾脏切除术+STZ诱导法4周存活率为50％，采用背部切口的术式可能降低死亡率［4］。王新等予单侧肾脏结扎法+STZ诱导DN模型发现肾结扎法的GLU变异系数小于肾切除方法，变化趋势亦较之稳定。具体死亡率无报道。徐颖等于高糖高脂饲料喂养SD大鼠6wk后，腹腔注射STZ40 mg/kg复制DN模型成功［5-6］。
多次小剂量注射STZ则引起免疫性胰腺炎，诱导迟发型糖尿病模型。大量文献报道证实了小剂量注射STZ配合高糖高脂饲料的方法进行建模的可行性。空腹血糖升高和糖耐量的异常是此类模型的特征,与临床2型糖尿病比较符合。但这种建模出现肾功能变化所需时间较长,成功率未见确切报道。有人用单肾摘除+高糖高脂+小剂量STZ组较单用高糖高脂饮食的综合方法造模发现其模型更符合糖尿病肾病的病理改变［7］。
需特别注意的是注射STZ前必须空腹12小时。杨等实验发现非空腹鼠成模率仅10％，
3.4 成模标准及观察时机 大量的文献报道成模标准为注射STZ后48-72h后连续三天血糖>16．6mmol／L，尿量>原尿量150％，尿糖为(+++ - ++++，尿蛋白排泄>30mg／24h。杨等发现STZ注射72h后连续三天测血糖时，在一天中同只鼠不同时点的血糖值差异较大，甚至波动于成模标准血糖值上下，提示对血糖值的观察宜SIZ注射48～72后，至少连续三天检测，并且最好在一天中同一时点采血。
成模鼠逐渐出现饮水、进食及尿量增加、体重增长缓慢、活动减少、皮毛差及易感染等表现，血糖升高，血胰岛素水平降低，尿蛋白增多，肌酐升高等表现，雷作嘉等发现STZ一次注射法造模后的14周多数大鼠肾小球明显增大，肾小球肿胀，充血，肾小囊变窄，基底膜增厚，肾小球系膜区增宽，少数肾小球出现轻度硬化；部分间质小血管玻璃样变性。相当于Mogensen分期的3期~4期,以4期为主［8］。何晓峰等实验研究发现大量STZ注射成模后的7天时，光镜下开始出现肾小球直径增大，电镜下开始出现脏层上皮细胞足突融合；14天时电镜下出现肾小球系膜区轻度节段性增宽；28天时光镜下见肾小球系膜区轻度节段性增宽，电镜下肾小球系膜区进一步增宽，间质变性，脂滴形成［9］。对于观察时机的选择大数研究者始于成模后第一周，部分研究者则成模后用一周时间观察和稳定血糖。
其他值得注意的几个问题：①血糖的管理，成模后的一周内动物死亡率较高主要原因多为血糖过高，导致空腹后血酮体升高而死亡。故有人建议于短效胰岛素控制血糖，待病情稳定后再进行实验。此后不用常规用降糖药，每周监测血糖。测血糖，采用袖珍血糖仪并尾静脉针刺采血较为实用。避免足尾受压、防感染。②有的文献报道各种方法的成模率，动物死亡率并不详悉，有相关报道的实验其结果相差亦较大，有待改善和进一步研究。
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